ЛЕКЦИИ: ВВЕДЕНИЕ В ФИЗИКУ БЕЛКА
 

 

Лекция 20

           Сегодняшнюю, заключительную лекцию я посвящу функционированию белков.

           Об этом можно говорить очень много, так что мой рассказ даст вам только несколько картинок из жизни работающих белков  —  картинок, подчеркивающих значение пространственной организации белков для их функции. Некоторые картинки такого рода уже встречались в предыдущих лекциях,  —  в частности, когда я говорил о мембранных белках. Сегодня я буду говорить только о белках глобулярных, водорастворимых.

           Очень грубо, общую схему функционирования белка можно представить в следующем виде:

                                     СВЯЗАТЬ ® ТРАНСФОРМИРОВАТЬ ® ОТПУСТИТЬ

    Уточню: некоторые белки делают только часть из этих действий; слова "СВЯЗАТЬ" и "ОТПУСТИТЬ" могут подразумевать связывание и отпуск нескольких разных молекул; а слово "ТРАНСФОРМИРОВАТЬ" может означать и химическую трансформацию, и изменение конформации (как самого белка, так и субстрата), и/или перемещение (белка или субстрата) в пространстве.

           Начнем с белков, чья основная функция  —  "СВЯЗАТЬ". К ним относятся, например, ДНК-связывающие белки.
     
     
     

    а б

           Рис.20-1 (а) Структура ДНК (слева) и ряда белков, обладающих характерным ДНК-связывающим мотивом "спираль-изгиб-спираль" (он выделен серым цветом). Для белка  —  активатора катаболитического гена (САР  —  catabolite gene activator protein) показан только его С-концевой домен. Все эти белки димерны, и все они опознают большой желобок ДНК своими спиралями a3 (aF у САР), расстояние между которыми в димере близко к периоду двойной спирали ДНК (33.8 ). Картинки взяты из [6]. (б) Изгибание ДНК связавшимся с ней димерным САР-белком (справа, черный). Связывание его с ДНК требует присутствия циклоАМФ (cAMP).
     
     

           Для связывания с ДНК, поверхность белка  —  причем на большом протяжении  —  должна быть приблизительно комплементарна поверхности двойной спирали (Рис.20-1а). Тогда выступы белковой поверхности смогут глубоко внедриться в желобок ДНК, и уже там его боковые группы смогут провести тонкое опознание конкретной ДНКовой последовательности (Рис.20-2) и связаться с той, для которой этот белок предназначен. Все показанные белки на Рис.20-1  —  димеры, и именно в такой форме они комплементарны ДНКовому дуплексу. При этом две одинаковые ДНК-опознающие a-спирали такого димера узнают палиндром в двойной спирали ДНК  —  т.е. такую пару участков в ДНКовом дуплексе, которая одинаково выглядит при перевороте на 180о относительно перпендикулярной к ДНК оси, например
     

           Здесь "-" означают произвольную последовательность ДНК между двумя половинами палиндрома, а "·"  —  ось переворота.
     
     
     

           Рис.20-2. Характерные узоры, создаваемые разными функциональным группами A  —  T и C  —  G пар в большом и малом желобках ДНК. Картинка взята из [5].
     
     

           ДНК-связывающие a-спирали в таком белковом димере антипараллельны друг дружке, а расстояние между ними близко к периоду двойной спирали ДНК, так что димер садится на один бок двойной спирали ДНК. Однако разный угол наклона этих a-спиралей к соединяющей их центры оси приводит к тому, что все эти белки по-разному изгибают ДНК при связывании. Порой такой изгиб, индуцированный связыванием, довольно велик (Рис.20-1б).
           Иногда связывание белка с ДНК требует наличия кофакторов, которые изменяют  —  точнее, слегка деформируют  —  структуру белка и переводят его из неактивной формы в активную.
           Так, в trp-репрессоре (он  —  в E.coli  —  репрессирует оперон, отвечающий за синтез РНК, кодирующей белки, необходимые для синтеза триптофана),  —  в trp-репрессоре таким кофатором (точнее, корепрессором) является сам триптофан (Рис.20-3). Пока триптофан не связался с белком, расстояние между ДНК-связывающими спиралями в димере trp-репрессора слишком мало (около 28  вместо необходимых 34 ), так что тот не может связать ДНК. Триптофан же, связавшись с белком, отодвигает спирали так, что они становятся комплементарными к желобку в двойной спирали,  —  и связываются с ней. Так что когда триптофана в клетке много,  —  он, связываясь с белком, блокирует дальнейший синтез триптофан-синтезирующих белков, и тем самым  —  свой (триптофана) дальнейший синтез. Этот способ регуляции называется отрицательной обратной связью.
     
     
     

           Рис.20-3. Схема действия триптофанового (trp) репрессора. На фоне общего контура димера, обладающего общим сплавленным ядром (core) и двумя идентичными головками (head), показаны только те две спирали (3 и 5), между которыми садится корепрессор  —  аминокислота Trp. Только при этом обе спирали 5 могут связаться с ДНК. Картинка взята из [5].
     
     

           Триптофан в данном случае выступает стимулятором ДНК-связывающей активности trp-репрессора и ингибитором синтеза белков, необходимых для синтеза триптофана. Причем это стимулирование trp-репрессора является "аллостерическим", т.к. Trp связывается с белком "в другом месте",  —  не в том, где с белком должна связываться ДНК.

           Мотив "спираль-изгиб-спираль", фигурирующий на Рис.20-1 и Рис.20-3  —  характерный, но отнюдь не единственный структурный мотив, связывающий ДНК. Чтобы подчеркнуть это, я вынес три других характерных мотива на Рис.20-4. Я хотел подчеркнуть, что ДНК-связывающие белки могут принадлежать к разным структурным классам (на представленных рисунках есть и a, и a+b белки), и что даже само связывание с ДНК может осуществляться как a-, так и b-структурой.
     
     
     

    а        б         в

           Рис.20-4. Еще три характерных ДНК-связывающих белковых мотива. В двух из них ключевая роль принадлежит a-спиралям: (а) "цинковые пальцы" (шарики  —  ионы Zn) и (б) "лейциновый зиппер". В третьем, met-репрессоре (в)  —  ключевая роль принадлежит b-шпильке: она специфически связывается с большим желобком ДНК, в то время как a-спирали aВ связываются неспецифически с сахаро-фосфатным остовом ДНК. Цинковый палец, "finger" (этот домен можно отрезать от целого белка и выделить отдельно)  —  самый маленький из известных глобулярных белков, а лейциновый зиппер  —  самый простой из них по структуре. Когда лейциновый зиппер не связан с ДНК, он представляет собой просто димер из параллельных a-спиралей, слепившихся по всей длине своими узкими гидрофобными поверхностями. Образующие эти поверхности боковые группы показаны в виде выступов. Однако одна (на каждой спирали) из этих групп  —  не гидрофобна: желтым пятном отмечен вкрапленный в гидрофобную поверхность полярный Asn. Он необходим для образования именно димера, т.к. его замена на более гидрофобный остаток приводит к тому, что спирали слипаются не по две, а по три и более. Картинки, с небольшими изменениями, взяты из [6] (а) и [5] (б,в). У каждой цепи помечен ее N- и/или С-конец.
     
     

           До сих пор мы говорили о тех грубых (характерный размер: ~10-30 ) чертах белковой структуры, которые позволяют ей внедриться в желобок ДНК. За опознание же той конкретной ДНКовой последовательности, с которой белок должен связаться, отвечают более мелкие черты белковой поверхности (характерный масштаб  —  размер атома, ~3 ).
           К сожалению, "общий код" выборочного опознавания белками фрагментов ДНК пока не выяснен (и не ясно, есть ли такой сколько-нибудь четкий "код"),  —  хотя, глядя на детали каждого расшифрованного ДНК-белкового контакта, можно увидеть, какие водородные связи между боковыми группами белка и нуклеотидами, и какие их другие плотные контакты способствовали образованию ДНК-белкового контакта именно в этом месте.

           Тонкое, выборочное опознавание белками других молекул удобно рассмотреть на примере иммуноглобинов, или антител  —  белков, предназначенных (в организмах позвоночных) для тонкого распознавания мелкомасштабных (размером в атом или несколько атомов) антигенных детерминант у самых разных молекул самого разного размера. А аналогичные иммуноглобинам рецепторы Т-клеток опознают таким же образом маленькие антигенные детерминанты у клеток,  —  например, у клеток, зараженных вирусами.

           Иммуноглобины состоят из многих b-структурных доменов и относительно небольших гибких шарниров между ними (Рис.20-5а). Разнообразие сочетаний вариабельных (антиген-связывающих) доменов обеспечивает иммуноглобинам широкий спектр сортов и, соответственно, широкий спектр действия, а твердость этих доменов  —  высокую селективность действия иммуноглобина каждого сорта. Я не буду пересказывать основы клонально-селекционной теории происхождения огромного разнообразия иммуноглобинов. [Вы должны помнить из других курсов, что в зародышевых клетках представлены не целые гены легких и тяжелых цепей иммуноглобинов, а части, куски этих генов. Там эти части собраны в кассеты,  —  отдельно много сортов для каждого из трех кусков вариабельного домена тяжелой цепи, отдельно  —  легкой цепи; отдельно  —  константные домены каждой цепи, отдельно  —  шарниры. При образовании соматических иммунных клеток эти куски всячески тасуются  — и еще каким-то загадочным образом мутируют в своих гипервариабельных участках  —  и соединяются в целые гены легких и тяжелых иммуноглобиновых цепей.]
     
     
     

    а б в г

           Рис.20-5. (а) Общее строение одного из иммуноглобинов (IgG). Отмечены вариабельные (V) и константные (С) домены двух легких (L: из двух доменов каждая) и двух тяжелых (H: из четырех доменов каждая) цепей, а также С-концы всех этих цепей. Домены СН2 гликозилированы. Жирные стрелки указывают на антиген-связывающие "карманы" между доменами VL и VH. (б) Строение домена VН; почти так же выглядят домены VL, СL, СН и прочие. В показанном домене VH выделены гипервариабельные петли; гипервариабельные петли есть и в домене VL. Вместе эти два домена образуют антиген-связывающий карман (в). (г) Антипараллельный b-цилиндр, образованный b-листом домена VH и b-листом домена VL. Антиген-связывающий карман образуют исходящие из этих листов гипервариабельные петли тяжелой и легкой цепи (Н1, Н2, Н3 и L1, L2, L3, соответственно). Картинки (б, в, г) взяты из [5].
     
     

           Для нас важно сейчас, что антиген опознается вариабельными доменами легкой и тяжелой цепи (VH и VL) совместно,  —  точнее, их (VH и VL) гипервариабельными петлями, оторачивающими антиген-связывающий карман, находящийся на стыке этих двух доменов (Рис.20-5,б-г). Первичная структура этих петель варьирует от одного сорта молекул иммуноглобина к другому (что и создает огромное разнообразие этих сортов), но, для каждого данного сорта,  —  не только аминокислотная последовательность, но и конформация всех петель строго фиксирована, а сам антиген-связывающий карман покоится на твердом b-цилиндре, образованном соединившимися в рукопожатии антипараллельными b-листами вариабельных доменов. Поэтому каждая молекула иммуноглобина может сильно связать только определенный антигенный детерминант  —  и равнодушна к другим.
           Рисунок 20-6 показывает, что селективность связывания антигенных детерминант определяется не устройством белка в целом (оно служит лишь как бы фундаментом), а прежде всего комплементарностью формы, обводов связываемой молекулы к форме относительно небольшой вмятины, к форме только самого антиген-связывающего кармана.
     
     
     

           Рис.20-6. Специфическое взаимодействие антигена и связывающего его "кармана" антитела. Показаны сближающиеся заряды и образующиеся водородные связи. Картинка взята из [5].
     
     

           Кроме того, гидрофобные части связываемой молекулы контактируют с гидрофобными частями кармана, его заряды комплементарны зарядам, вкрапленным в карман, а находящиеся на антигене доноры и акцепторы водородных связей комплементарны вкрапленным в карман антитела акцепторам и донорам этих связей. Все это делает связывание  —  но только связывание строго определенного антигена  —  крепким.

           Такое же, как в антителах, расположение активного центра  —  в воронке на торце b-цилиндра  —  наблюдается и во многих других белках, никак с иммуноглобинами не связанных. Например, это  —  стандартное место активного центра в a/b цилиндрах (где, в отличие от иммуноглобинов, b-структура параллельна). Вообще, изучая структуры белков, легко заметить, что очень часто активный центр помещается в их "стандартном дефекте", в стандартно расположенной (т.е. определяемой мотивом укладки цепи, а не боковыми группами) вмятине в архитектуре белковой глобулы (Рис.20-7): такая вмятина автоматически способствует окружению субстрата одновременно многими боковыми цепями белка.
     
     
     

           Рис.20-7. Стандартные вмятины в архитектурах белковых глобул часто определяют место-положение (не функцию!) активного центра. Слева: активный центр (active site) в воронке при верхушке b/a-бочонка с параллельным b-цилиндром; сходное расположение активного центра в воронке при верхушке антипараллельного b-цилиндра смотри на Рис.20-5г. Справа: активный центр в щели (crevice), образующейся в укладке Россманна в месте расхождения правых b-a-b суперспиралей, идущих в разные стороны (в суперспирали b1-a-b2 цепь идет от нас, в суперспирали b4-a-b5  —  к нам). Картинки взяты из [5].
     
     

           Столь же обычным местом активного центра является место стыка доменов. Рисунок 20-8 показывает активный центр сериновых протеаз типа трипсина,  —  он находится на стыке двух b-структурных доменов.
     
     
     

           Рис.20-8. Положение активного центра в сериновых протеазах типа трипсина. Показаны части активного центра: каталитического центра, где выделены боковые группы "триады переноса заряда"  —  Ser195 (оранжевый), His57 (синий) и Asp102 (малиновый), и субстрат-связывающего центра, где зеленым изображены NH-группы, образующие оксианионовую дыру, голубым  —  неспецифическая субстрат-связывающая площадка, и желтым - группы, выстилающие специфический субстрат-связывающий карман.
     
     

           Здесь естественно начать рассказ о белках, чья главная функция  —  химически ТРАНСФОРМИРОВАТЬ связавшиеся с ними молекулы.

           Сериновые протеазы  —  классический лекционный объект, используемый для рассказа о простой ферментативной реакции, и я не буду отступать от этой традиции.
           Сериновые протеазы разрезают полипептидные цепи, т.е. проводят реакцию
     

           Реакция гидролиза пептидной цепи идет, когда в среде достаточно много воды, и сама по себе, но очень медленно, за многие годы,  —  то есть гидролиз (при наличии свободной воды) термодинамически выгоден, но требует преодоления очень высокого активационного барьера. Если же свободной воды в среде нет  —  реакция идет в другую сторону, в сторону синтеза полипептида и выделения воды, но тоже очень медленно.
           В присутствии же фермента реакция гидролиза пептида (или, при отсутствии свободной воды, реакции его синтеза из более мелких фрагментов) занимает доли секунды,  —  то есть фермент резко снижает ее активационный барьер. Посмотрим, как он это делает.

           Прежде всего рассмотрим основные компоненты активного центра фермента.
           Он состоит из каталитического центра, ответственного за проведение химической трансформации, и субстрат-связывающего центра, призванного правильно подставить субстрат под удар каталитического резака (или, точнее, сварочно/режущего аппарата  —  так как фермент равно ускоряет и прямую, и обратную реакцию).
           Катализ  —  в сериновых протеазах  —  непосредственно осуществляется боковой цепью серина (называемого "Ser195"  —  по его расположению в цепи химотрипсина  —  во всех белках семейства трипсина; именно он, трипсин, изображен на Рис.20-8). Напомню химическую формулу боковой группы серина:  —СН2-ОН. Однако для того, чтобы серин мог катализировать гидролиз  —  его (серин) нужно подготовить. Пока кислород находится в форме  —ОН группы, он не активен, а активным он становится после утери Н+ и перехода в форму  —О-. Этим отрывом атома Н от Ser195 занимаются два остальных члена "триады переноса заряда"  —  His57 (он-то и принимает оторванный атом Н) и "вспомогательный" Asp102. Мутации обоих этих остатков  —  не говоря уже о мутации каталитического серина  —  практически губят каталитическую активность трипсиновых протеаз.
           Субстрат-связывающий центр состоит (Рис.20-8, 20-9) из оксианионовой дыры, связывающей кислород расщепляемой пептидной группы, из неспецифической пептид-связывающей площадки (отвечающей  —  вместе с оксианионовой дырой  —  за то, что расщепляемая пептидная группа займет правильное положение относительно активированного О-атома боковой группы Ser195), и из специфического субстрат-связывающего кармана, отвечающего за распознавание той аминокислоты, по карбоксилу которой производится расщепление пептида.
     
     
     

           Рис.20-9. Схема ферментативного гидролиза пептида.
     
     

           Общий ход реакции иллюстрируется рисунком 20-9. Эта схема была получена ценой многолетних исследований многих групп. Для ее построения привлекались и данные по катализу разных субстратов, и по химическим модификациям фермента, а равно и белково-инженерные исследования (которые показали, какие точки фермента вовлечены в катализ), и исследования ферментов в комплексе с нерасщепляемыми аналогами субстратов, и рентгенструктурные работы (показавшие, где образуются водородные связи), и так далее.

           Что же делает фермент, как он ускоряет химическую реакцию? Для ответа на этот вопрос давайте сравним ферментативную реакцию (Рис.20-9) с аналогичной реакцией, протекающей спонтанно,  —  в присутствии воды, но без фермента (Рис.20-10).
     
     
     

           Рис.20-10. Схема спонтанного, не ферментативного гидролиза пептида в воде по тому же, что на Рис.20-9, химическому механизму.
     
     

           Мы видим, что ферментативная реакция идет в две стадии  —  сначала отщепляется С-концевой пептид и образуется комплекс N-концевого пептида с О-атомом серина, а затем этот N-пептид заменяет свою связь с О-атомом серина на связь с О-атомом воды. Без фермента же реакция идет в одну стадию, в которой отщепляется С-концевой пептид и образуется комплекс N-концевого пептида с О-атомом воды. Мы видим также, что все эти три реакции идут через тетраэдрический активированный комплекс,  —  точнее, активированный комплекс, где рядом с тетраэдрическим С-атомом находится донор протона (His+ в ферменте или, в воде,  —  ОН3+).
           То, что на пути ферментативной реакции находится два активированных комплекса (а не один, как в ферментативной)  —  не может, само по себе, ускорить реакцию. Однако ускоряет ее то, что активированный комплекс в связи с ферментом менее нестабилен (а именно его нестабильность и лимитирует скорость реакции), чем активированный комплекс в воде.
           Активированный комплекс на ферменте стабилизируется следующим образом.
           Во-первых, отрицательный заряд атома О-, образующийся при тетраэдризации С-атома, на ферменте втягивается в оксианионовую дыру, где стоят два уже нацеленных в эту дыру протона. Связь с этими положительно заряженными протонами понижает свободную энергию этого отрицательного заряда O- и, следовательно, энергию тетраэдризации С-атома  —  по сравнению с не-ферментативной реакцией, где такой заранее устроенной "дыры" нет, то есть приводит к понижению энергии (энтальпии) переходного состояния, или к так называемому энтальпийному катализу.
           Во-вторых, рядом с тетраэдрическим С-атомом стоит, с протоном наготове, His+  —  а он примерно столь же стабилен, как "безпротонный" His0. В воде роль донора протона должен играть ион ОН3+,  —  ион, концентрация которого, вследствие его нестабильности, в воде крайне мала  —  порядка 10-7 моля на литр. Его "вылавливание" из воды понижает энтропию и соответственно повышает свободную энергию активированного комплекса. Поэтому энтропия препятствует сбору "до кучи" всех компонентов активированного комплекса в воде  —  и не мешает этому сбору на ферменте, где все эти компоненты уже собраны вместе. При этом энтропия "вылавливания" фермента субстратом оплачивается его прилипанием к субстрат-связывающему карману. Этот облегченный сбор всех компонентов активированного комплекса понижает его свободную энергию на ферменте  —  по сравнению с оной в не-ферментативной реакции  —  и приводит к так называемому энтропийному катализу.
           В сумме, энтропийная и энтальпийная компоненты катализа ускоряют ферментативную реакцию примерно в 1010 раз по сравнению с не-ферментативной.

           Если прилипание субстрата к ферменту достаточно сильно, а концентрация субстрата не слишком низка, то энтропийный катализ понижает наблюдаемый порядок реакции по концентрации субстрата. Теперь ее скорость зависит лишь от концентрации фермента, а от концентрации субстрата (или субстратов) в растворе не зависит. Этот эффект особенно силен тогда, когда речь идет о реакции, в которую вовлечено несколько молекул-субстратов, например  —  при синтезе пептида из двух фрагментов в отсутствии воды.

           Основное и в химическом, и в ферментативном катализе  —  понижение свободной энергии переходного состояния,  —  т.е. снижение максимума свободной энергии, преодолеваемого по ходу реакции (Рис.20-11). Снижения этой свободной энергии можно достигнуть за счет энтропии, за счет сбора на ферменте всех необходимых компонентов реакции. И его же можно достигнуть  —  или усилить  —  за счет свободной энергии преимущественного связывания именно переходного состояния обрабатываемой молекулы,  —  а не ее начального состояния  —  "субстрата" и/или состояния конечного  —  "продукта". Кстати, если субстрат или продукт будут связываться очень уж сильно (сильнее, чем переходное состояние),  —  фермент будет ими просто ингибироваться (он потеряет свою функцию "ОТПУСТИТЬ"  —  и выйдет из игры).
     
     
     

           Рис.20-11. Схема, поясняющая важность стабилизации катализатором именно переходного (самого нестабильного по ходу реакции) состояния субстрата/продукта и важность жесткости катализатора для снижения свободно-энергетического барьера реакции (DF#) и увеличения ее скорости (k). Рисунок, для наглядности, изображает просто комплементарность обводов переходного состояния к обводам активного центра фермента, в то время как в действительности основную роль обычно играет комплементарное взаимодействие их электронных облаков. Свободные энергии (F) начального и конечного состояний не меняются катализатором. Рисунок подчеркивает, что ускорение реакции зависит величины DDF#, т.е. от силы связывания ферментом именно переходного состояния: эффективность катализа связана с тем, что оно связывается сильнее, чем и начальный субстрат, и конечный продукт.
     
     

           При преимущественном связывании переходного состояния ведущую роль может играть как связывание его деформированной электронной системы (вспомним "оксианионовую дыру" сериновых протеаз), так и преимущественное связывание деформированной  —  опять-таки в переходном состоянии  —  конформации всей молекулы.
           Последнее особенно ярко проявляется в каталитической функции искусственных "абзимов" (antybody enzyme)  —  антител, отобранных так, чтобы, связывая переходное состояние субстрата, они катализировали бы его химическое превращение (Рис.20-12). Некоторые абзимы способны направить на снижение активационного барьера почти всю энергию, выгаданную при связывании субстрата  —  то есть почти вся она прилагается к деформации именно обрабатываемой химической связи. И хотя имеющиеся абзимы  —  не очень мощные ферменты (они ускоряют спонтанную реакцию максимум на 5 порядков  —  а не на 10-15, как естественные ферменты  —  ведь в них еще не умеют встраивать доноры и акцепторы электронов),  —  возможность их создания подтверждает важность преимущественного связывания именно переходного состояния.
     
     
     

           Рис.20-12. Принципиальная схема химического превращения, катализируемого абзимом  —  искусственно выработанным антителом к переходному состоянию реакции, которая спонтанно идет медленно. В переходном (‡) состоянии изображенной реакции изомеризации имеется  —  в отличие и от начального, и от конечного ее состояний  —  плоская система из трех колец. Для выработки антител к переходному состоянию такой формы используется тоже включающая три кольца, но стабильная молекула, изображенная внизу.
     
     

           Теория катализа за счет преимущественного связывания переходных состояний была обоснована Холденом и Полингом еще в 30-40-х годах. В последние годы переходные состояния для ряда энзиматических реакций были "прощупаны" методами белковой инженерии, т.е. путем целенаправленной замены аминокислот активного центра фермента. При этом удалось выяснить (и увидеть, при помощи рентгена), какие из аминокислотных остатков фермента отвечают за слипание разных компонентов, потребных для создания активированного комплекса, и какие  —  за преимущественное связывание именно и только переходного состояния реакции, дотоле гипотетического, так как его устройство не было видно структурному эксперименту.
           Так, в тирозил-тРНК синтетазе, исследованной А.Ферштом., были найдены те остатки (Thr40 и His 45, см. Рис.20-13), что связываются с g-фосфатом АТФ только в перехдном состоянии,  —  что и отличает это переходное состояние от просто связанных субстратов или продуктов реакции.
     
     
     


           Рис.20-13. Предполагаемое строение переходного состояния в реакции образования тирозил-АМФ из тирозина и АТФ на ферменте тирозил-тРНК синтетазе. В целях наглядности, кольцо тирозина заштриховано, и кольца аденозина  —  тоже. Атакующий тирозин активированный пяти-координатный a-фосфор (Р) АТФ находится в центре рисунка, а g-фосфат АТФ  —  в его верхней части. Этот g-фосфат образует водородные связи с Thr 40 и His 45 только в переходном состоянии реакции; при простом, непродуктивном связывании субстратов этих Н-связей нет. Картинка взята из [9].
     
     

           Перехдное состояние очень нестабильно (по определению: максимально нестабильно!), и прямо увидеть его нельзя. Так что рентген, видящий лишь стабильное расположение субстрата на ферменте, не видит его (субстрата) связывания с Thr40 и His 45 (видимое расстояние слишком велико), между тем как замены Thr40 и His 45 на маленькие аланины снижают активность мутантного белка более чем в миллион раз  —  хотя эти замены почти совсем не влияют на связывание "мутантом" субстратов реакции. Это свидетельствует, что их (Thr40 и His 45) связывание с g-фосфатом АТФ происходит только в переходном состоянии  —  при напряженном (пяти-координатном) состоянии g-фосфата, атакованного СО-группой тирозина.

           Говоря о ферментативной реакции, мы не можем упускать из виду также ее очень высокую специфичность.
           Так, сериновые протеазы щепят полипептид только после определенных аминокислот: химотрипсин  —  после ароматических, трипсин  —  после положительно заряженных, эластаза  —  только после самых маленьких. Этот эффект [он называется опознаванием субстрата по принципу "ключ (субстрат)  —  замок (фермент)"] достигается четкой структурой той специфической части субстрат-связывающего "кармана" (Рис.20-14), куда должна улечься последняя (как на трипсине) или предпоследняя (как на папаине) перед точкой щепления боковая группа пептида.
     
     
     

           Рис.20-14. Устройство специфического сайта субстрат-связывающего кармана в разных сериновых протеазах. Картинка взята из [5].
     
     

           Протеазы еще могут позволить себе изредка ошибаться в выборе точки щепления.
           Но есть белки, от которых требуется колоссальная точность работы. Это, например, аминоацил-тРНК синтетазы: они "заряжают" тРНК нужными аминокислотами, и от точности их работы зависит точность синтеза белков. Поэтому они не могут позволить себе ошибаться чаще, чем однажды на много тысяч синтезов аминоацил-тРНК,  —  а опознавание аминокислоты специфическим субстрат-связывающим карманом допускает порядка 1% ошибок. Для устранения этих ошибок используется эффект "двойного сита" (Рис.20-15). Этот эффект обеспечивается специальной конструкцией фермента.
     
     
     

           Рис.20-15. Схема "двойного сита" для механизма редактирования работы изолейцил-тРНК синтетазы
     
     

           У фермента аминоацил-тРНК синтетазы два активных центра: центр синтеза и центр гидролиза. Причем гидролиз аминоацил-тРНК на аминоацил-тРНК синтетазе не есть просто реакция, в точности обратная синтезу: обе эти реакции идут с выделением свободных фосфатов, т.е. обе  —  с понижением свободной энергии.
           При этом субстрат-связывающий карман центра гидролиза меньше, чем карман центра синтеза аминоацил-тРНК.
           Принцип сита  —  не пропускать частицы, большие, чем ячейки сита.
           На первом сите  —  при синтезе аминоацил-тРНК  —  тРНК заряжается "правильной" аминокислотой и некоторым числом "неправильных", более мелких (более крупные аминокислоты отвергаются все, а большая часть "неправильных" мелких все же отвергается по причине различий в гидрофобности/гидрофильности, но отбор по гидрофобности/ гидрофильности не столь жесток, как отбор по возможности втиснуться в карман данного размера). Итак, на выходе этапа синтеза,  —  много аминоацил-тРНК с "правильной" аминокислотой и некоторое количество аминоацил-тРНК с "неправильными" аминокислотами,  —  но только с теми, что меньше, чем "правильная": более крупные аминокислоты отвергаются "карманом" синтетического центра, этим первым "ситом".
           На втором активном центре, на втором "сите"  —  у него "ячейка" (субстрат-связывающий карман) поменьше  —  идет гидролиз образовавшихся аминоацил-тРНК,  —  но только тех, где аминокислота меньше, чем "правильная". То есть "правильная" аминокислота отвергается карманом гидролизного центра, этим "вторым ситом", а все остальные аминоацил-тРНК гидролизуются и распадаются.
           В сумме, два эти сита и обеспечивают выход только "правильно заряженных" аминоацил-тРНК.

           В завершение рассказа о специфичности ферментов, стоит остановиться на двух прагматических аспектах. Во-первых, сейчас масса людей занята изучением субстрат-связывающих карманов и подбором  —  с открытыми глазами, не на ощупь  —  связывающихся с ними ингибиторов. Особый интерес, по понятным причинам, вызывают протеазы и другие белки вируса СПИДа. Во-вторых,  —  большое применение находят себе точечные мутации в районе активного (и прежде всего субстрат-связывающего) центра: они позволяют модифицировать "природную" субстратную специфичность (например, менять специфичность сериновых протеаз) и даже создавать новые, искусственные специфичности для нужд промышленности и медицины. Значительный интерес также вызывают попытки  —  пока это лишь попытки  —  создания (на "твердом фундаменте" белковой глобулы) "нового" активного центра,  —  с новой, "привитой" функцией,  —  путем направленных точечных замен аминокислотных остатков исходного белка.

           Изучение ферментативной деятельности белка показывает (Рис.20-9), что в нее вовлечена совсем небольшая часть белковой глобулы,  —  в то время как остальная ее часть служит лишь как бы твердым каркасом, обеспечивающим "правильное" строение закрепленного на нем активного центра.
           Поэтому нас не должно удивлять, что белки с совсем разной первичной структурой, и даже с совсем разной и пространственной структурой могут иметь одинаковые или очень сходные биохимические функции.
           Классическим примером снова являются сериновые протеазы. Есть два класса таких протеаз  —  типа трипсина и типа субтилизина. Они совсем не похожи ни по аминокислотной последовательности, ни по общей форме (Рис.20-16), и даже принадлежат к разным структурным классам (трипсин  —  двухдоменный b-белок, субтилизин  —  однодоменный a/b-белок). Они имеют одинаковую конфигурацию лишь ключевых аминокислотных остатков в каталитическом центре (Рис.20-17)  —  причем не всех остатков целиком, а лишь их функционально-важных "кончиков"  —  но не имеют одинаковой конфигурации остатков даже в субстрат-связывающем кармане.
     
     
     

           Рис.20-16. Схема строения сериновых протеаз типа трипсина (а) и субтилизина (б). На фоне общего контура глобул показаны a-спирали, b-листы и b-цилиндры. Район активного центра показан черным треугольником.
     
     
     

           Рис.20-17. Схема строения каталитических центров сериновых протеаз типа трипсина (а) и субтилизина (б). Черным выделены фрагменты главной цепи (вплоть до Сb-атомов); направление хода цепи в этих фрагментах показано стрелками. Кружком показано место оксианионовой дыры. Видно, что только расположение концов боковых групп каталитической триады переноса заряда (Ser, His, Asp) и  —  с натяжкой  —  положение оксианионовой дыры инвариантно в этих двух классах сериновых протеаз, в то время как кардинальные отличия наблюдаются даже в ходе главной цепи у ключевых каталитических остатков His и Asp.
     
     

           Более того: существуют протеазы, совершенно не похожие на сериновые протеазы даже в зоне каталитического центра. Я имею в виду, в частности, металлопротеазы типа карбоксипептидазы или термолизина. У них ключевую роль в катализе играет плотно встроенный в белок ион Zn++. Имея маленькие радиусы, многозарядные металлические ионы создают вокруг себя очень сильное электрическое поле. Это позволяет им  —  в металлопротеазах  —  активировать молекулу воды (отщепляя от нее Н+) с тем, чтобы та осуществила бы далее разрыв пептидной связи (ср. Рис.20-10), и одновременно  —  стабилизировать зарядом Zn++ отрицательный заряд на тетраэдрическом переходном состоянии разрываемого пептида.

           Итак, одна и та же химическая реакция может осуществляться совсем разными белками. При этом одну и ту же ключевую роль  —  роль мощных электрических резаков  —  в одних белках играют многозарядные металлические ионы, в других  —  легко принимающие электроны или протоны органические кофакторы, в третьих  —  активированные своим окружением (как в трипсине) боковые группы...
           С другой стороны, как мы помним, разные белки с одной и той же характернейшей (Рис.20-7) формой a/b-цилиндра (а равно и белки, имеющие форму укладки Россманна) могут катализировать совершенно разные реакции.
           Все это показывает довольно широкую независимость общего строения белка от его ферментативной активности.

           До сих пор я почти ничего не говорил о конформационных изменениях белковых молекул в ходе их функционирования  —  и не случайно: пока речь идет  —  как у нас до сих пор  —  о катализе одной, отдельно взятой энзиматической реакции  —  конформационная гибкость белка может только ухудшить его каталитические свойства. В самом деле, для эффективного катализа нужно преимущественное связывание именно переходного состояния (Рис.20-11),  —  в пику отличающимся от него лишь на какой-то ангстрем начальному и конечному состояниям,  —  и это преимущественное связывание нацелено на синтез или разрыв очень жестких ковалентных связей. Так что рвать их "гибким" белком  —  все равно, что резать проволоку подушкой...
           Впрочем, здесь надо добавить следующее. Когда активный центр белка не идеально подогнан под свою функцию  —  а идеальность подгонки требует сверхтщательной работы естественного отбора  —  этот центр может требовать небольшой деформации для перехода в активную форму. И тогда такая деформация будет, действительно, функционально необходима  —  она будет, время от времени, доводить несовершенный белок до кондиции. Однако здесь надо четко отличать нужду (деформацию, искупающую несовершенство геометрии активного центра) от добродетели (от совершенства белка).
           Конечно, даже самый лучший белок несколько деформируется в процессе работы  —  ведь он не алмазный  —  но это играет примерно ту же функциональную роль, что деформация бумаги под пером: чем меньше  —  тем лучше.
           Другое дело, когда белок должен перейти от одного действия к другому: тогда его деформация, обеспечивающая переход от одной роли к другой, действительно, играет важную функциональную роль.
           Так, в многих белках проникновение субстрата в активный центр требует небольшого расхождения близких к этому центру боковых групп. Однако, после того, как субстрат сел на этот центр, его каталитическая работа движения этих групп уже не требует.
           Можно сказать, что подвижность нужна при подготовке к реакции, а жесткость  —  в момент ее проведения. Это похоже на военное "правило Клаузевица"  —  "на марше  —  отдельно, в бою  —  вместе".

           Мы уже познакомились с одной функционально-важной деформацией на примере регуляции ДНК-связывающей активности trp-репрессора. Сейчас мы рассмотрим вопрос о функционально-важных деформациях более внимательно.

           Прежде всего посмотрим, как деформация белка помогает сочетать стадии цикла СВЯЗАТЬ ® ТРАНСФОРМИРОВАТЬ ® ОТПУСТИТЬ. Рисунок 20-18 демонстрирует индуцированное соответствие (введенный Д.Кошландом термин) фосфорилирующего белка  —  гексокиназы  —  к его субстратам. Этот белок переносит фосфатную группу с АТФ на глюкозу. Но  —  в принципе, по химии реакции  —  эта же фосфатная группа может быть перенесена и на воду; однако этого не происходит. В попытке ответить на вопрос, почему этого не происходит, Кошланд постулировал следующее. 1) До связывания с субстратом фермент находится в "открытой" форме (в которой он может захватить субстрат из воды, но не способен провести его фосфорилирование). 2) После связывания с субстратом он  —  фермент  —  переходит в "закрытую", каталитически-активную форму, где все части активного центра собраны воедино и способны катализировать реакцию фосфорилирования, но вода вытеснена из активного центра и потому не конкурирует с субстратом за фосфорилирование. 3) После каталитического акта фермент снова открывается, и фосфорилированный субстрат уходит.
     
     
     

           Рис.20-18. Индуцированное соответствие при функционировании гексокиназы. В открытой форме два домена разделены глубокой щелью, куда может заплыть глюкоза. Когда глюкоза попала в щель, домены поворачиваются, щель закрывается, вода из нее вытесняется, а все компоненты каталитического центра сходятся вместе. Картинка взята из [5].
     
     

           Впоследствии опыт полностью подтвердил эту гипотезу (Рис.20-18),  —  но только для тех белков, которым нужно скрыть обрабатываемый субстрат от конкурирующей с ним воды. Для действия трипсина, например, этого не нужно,  —  и в нем индуцированного соответствия субстрату не наблюдается: трипсин (а также  —  химотрипсин, эластаза, субтилизин и т.д.) не деформируется и опознает субстрат по простейшему принципу "ключ  —  замок".

           Хочу привлечь ваше внимание к тому, что индуцированное соответствие достигается смещением либо крупных блоков (Рис.20-3), либо целых белковых доменов (Рис.20-18),  —  а не полной перестройкой укладки белковой цепи. А смещения эти происходят в основном путем мелких локальных деформаций. [Аналогия: мышцы сокращаются ("локальная деформация"), и пальцы ("домены") сжимаются в кулак.]
           То же самое имеет место и во всех других известных случаях "конформационных перестроек белков"  —  за немногими исключениями, когда из глобулы иногда вырывается и переходит в нерегулярную конформацию целая a-спираль или b-тяж. Одна из самых больших известных мне перестроек происходит в калмодулине. Сам по себе он имеет форму гантели, "головки" которой  —  a-спиральные домены  —  разнесены на большое расстояние "ручкой"  —  одной длинной a-спиралью. Однако при связывании калмодулина с рядом других белков "головки" бывшей гантели, не ломаясь, сближаются и слипаются друг с другом и с белком-целью, а бывшая "ручка"  —  длинная a-спираль  —  разрушается.

           Относительная автономия доменов хорошо видна в большом семействе белков, называемых дегидрогеназами. Эти белки катализируют сходные реакции типа окисления алкогольных групп при помощи кофактора НАД, легко принимающего оторванные протоны. Однако окисляют они разные вещества: алкогольдегидрогеназа  —  спирт (этанол), лактатдегидрогеназа  —  лактат, и т.д.
           Дегидрогеназы состоят из двух доменов (Рис.20-19), соединенных перемычкой.
     
     
     

           Рис.20-19. Цепи НАД-зависимых дегидрогеназ свернуты в два отдельных домена, соединенных относительно гибкой перемычкой. Один из них более или менее универсален (т.е. очень сходный домен встречается в разных белках)  —  он связывает кофактор НАД. Второй  —  не универсальный, а индивидуальный в каждой дегидрогеназе домен,  —  связывает обрабатываемый субстрат. Картинка взята из [5].
     
     

           Один, связывающий обрабатываемый субстрат домен, индивидуален в каждой из дегидрогеназ. Например, в алкогольдегидрогеназе он содержит b-цилиндр, а в глицеральдегид-3-фосфат дегидрогеназе  —  плоский b-лист.
           В то же время второй из этих доменов  —  тот, что связывает кофактор НАД  —  у всех НАД-зависимых дегидрогеназ устроен практически одинаково, хотя в одних дегидрогеназах он находится в N-, а в других  —  в С-концевой половине цепи, и несмотря на отсутствие видимой гомологии в первичных структурах НАД-дегидрогеназ. В этом a/b домене цепь обладает "укладкой Россманна" (см. Рис.20-7б), причем сходство распространяется и на мелкие детали НАД-связывающих доменов разных дегидрогеназ: большую часть этих доменов можно наложить друг на друга с точностью до 2 ,  —  включая и место связывания НАД [это, по-видимому, показывает, что пространственная структура лучше помнит родство белковых доменов, чем первичная.]
           Таким образом, разнообразие действия дегидрогеназ обеспечивается  —  при универсальности НАД-связывающего домена, несущего каталитический центр,  —  разнообразием субстрат-связывающих центров, расположенных на "субстрат-связывающих" доменах, устроенных по-разному: в структуре целого белка эти две части активного центра соприкасаются (Рис.20-19).

           В заключение я хочу рассказать о неконтактном,  —  или, как говорят, аллостерическом взаимодействии активных центров. Аллостерические взаимодействия между различными связывающими и активными центрами, особенно в олигомерных белках, играют важнейшую роль в контролировании и интегрировании биохимических реакций. Сейчас я рассмотрю (в самой упрощенной форме) только один, наиболее изученный аллостерический белок  —  гемоглобин.
           Это  —  тетрамер, точнее  —  комплекс из двух "a" и двух похожих на них "b" цепей (Рис.20-20а). Его дело  —  связать кислород в легких (где его много), донести до мышц (где его мало) и отдать мышечному миоглобину, мономерному белку, похожему на любую из четырех субъединиц гемоглобина. Активный центр миоглобина и каждой a и b субъединицы гемоглобина  —  гем: кофактор, связывающий одну молекулу О2 (Рис.20-20б). И успешность действия гемоглобина как транспортера О2 определяется именно аллостерическим, в данном случае  —  концертным взаимодействием четырех гемов в нем.
     
     
     

    а       б 

           Рис.20-20. (а) Общая структура гемоглобина, состоящего из двух a и двух b цепей; каждая из четырех цепей окрашена в свой цвет, гемы показаны фиолетовыми скелетными моделями с оранжевым ионом железа внутри. (б) Схема связывания кислорода гемом в гемоглобине. До связывания О2 ион железа (Fe++) гема находится в высоко-спиновой форме, в которой два внешних электрона находятся на двух разных орбитах. При этом диаметр Fe++ чуть великоват для того, чтобы войти в центр порфиринового кольца гема (которое при этом находится в слегка изогнутой форме). Связав О2, ион Fe++ приобретает низкоспиновую, чуть более компактную форму, в которой электроны с противоположными спинами занимают одну орбиту. Теперь Fe++ может войти в центр порфиринового кольца (которое при этом обретает плоскую форму). Показан также гистидин a-спирали F, координирующий ион железа. Картинка (б) взята из [9].
     
     

           Связав кислород, ион железа гема входит в центр порфиринового кольца гема. При этом он чуть смещается и тянет за собой координирующий его гистидин a-спирали F. Это смещение  —  посредством множества мелких деформаций белка  —  слегка изменяет обводы связавшей О2 субъединицы. В тетрамерном гемоглобине эта субъединица  —  в такой форме — начинает деформировать (придавая им ту же внешнюю форму и тем наводя в них те же внутренние смещения атомов) другие, еще не связавшие О2 субъединицы гемоглобина. Теперь ион железа в них может уже легче связать кислород. В результате, связь одной молекулы О2 с гемоглобином провоцирует связывание еще трех О2. Точно так же, утеря одного О2 ведет к утере их всех.
           То есть гемоглобин ведет себя как белок, связывающий четыре молекулы О2 одновременно,  —  и это отражается в нелинейной, S-образной зависимости насыщения этого (тетрамерного!) белка кислородом от его (О2) концентрации в крови (Рис.20-21). А у (мономерного!) миоглобина зависимость насыщения кислородом от концентрации О2 в крови S-образного прогиба не имеет.
     
     
     

           Рис.20-21. Кривые насыщения кислородом тетрамерного белка гемоглобина (а) и мономерного миоглобина (b). Отмечено артериальное давление кислорода, при котором он поглощается гемоглобином крови в легких, и венозное давление, при котором он отдается гемоглобином мышечному миоглобину. Экспериментальная кривая связывания О2 с миоглобином соответствует реакции первого порядка, а экспериментальная S-образная кривая связывания О2 с гемоглобином  —  реакции примерно третьего (а не четвертого, как для простоты сказано в тексте) порядка. Стрелка соответствует переходу кислорода с гемоглобина на миоглобин. Картинка, с небольшими изменениями, взята из [1].
     
     

           Поэтому в легких, где кислорода много, гемоглобин им насыщается. А в тканях, где (венозное) давление О2 относительно мало, тетрамерный гемоглобин уже отдает О2, а мономерный миоглобин еще его хватает,  —  и передает О2 дальше по окислительной цепи мышц,  —  например, тех, что расширяют и сжимают легкие.
           И так мы дышим и живем.
     
     
     


ЛЕКЦИИ: ВВЕДЕНИЕ В ФИЗИКУ БЕЛКА


2007 Copyright © GenDNA.ru Мобильная Версия v.2015 | PeterLife и компания
использование материалов сайта разрешено с активной ссылкой на сайт
Яндекс.Метрика Яндекс цитирования